Práctica 1 Cultivo de Tejidos Vegetales
Enviado por danielautt • 2 de Julio de 2019 • Práctica o problema • 1.690 Palabras (7 Páginas) • 145 Visitas
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Benemérita Universidad Autónoma de Puebla
Facultad de Ciencias Biológicas
Licenciatura en Biotecnología
Cultivo de Tejidos Vegetales
Primavera 2019
Practica I.
Proliferación de yemas axilares en Dalia y Stevia
Alumno:
Velazquez Alba Ismael
Uriostegui Torres Daniela
Fecha:
19 de marzo del 2019
INTRODUCCIÓN
El término “callo” en los primeros días de la biología de las plantas se refería al crecimiento masivo de células y estaba asociada a las heridas. Hoy en día, la misma palabra se usa más ampliamente, y las masas celulares desorganizadas se denominan colectivamente callos. Los callos pueden producirse a partir de una única célula diferenciada, y muchas células callosas son totipotentes, pudiendo regenerar todo el cuerpo de la planta. (Ikeuchi M. et al. 2013)
El cultivo de callos puede usarse para estudiar la fisiología del estrés y el mejoramiento genético de las plantas a nivel celular y también para seleccionar mutantes in vitro. (Kumlay A. M & Ercisli S. 2015)
Los reguladores del crecimiento de las plantas son unos de los factores más importantes que afectan el crecimiento celular, la diferenciación y la formación de metabolitos. Para producir mas seca celular, asi como metabolitos secundarios de plantas medicinales, es importante establecer las condiciones óptimas de cultivo para las especies de plantas utilizadas. Los niveles individuales de auxina y citoquinina en los medios utilizados influyen en el crecimiento y la regulación del metabolismo celular. (Jain S. C. et al. 2012)
La aplicación exógena de auxina y citoquinina induce el callo en varias especies de plantas. En términos generales, una proporción intermedia de auxina y citoquinina promueve la inducción del callo, mientras que una alta proporción de auxina a citoquinina o citoquinina a auxina induce la regeneración de raíces y brotes respectivamente (Skoog & Miller, 1957).
La formación de callos inducida por citoquininas tiene una señalización a partir de esta hormona. Se transduce a través de una vía reguladores de dos componentes para activar los factores de transcripción ARR de tipo B. La expresión de CYCD3:1 está fuertemente regulada por la citoquinina, pero no se sabe si se activa directamente con ARR tipo B. El factor de transcripción AP2/ERF ESR1también está regulado por un amento de citoquinina. ESR1 y su homólogo funcionalmente redundante ESR2 podría mediar en la reactivación del ciclo celular, ya que ESR2 induce la expresión de CYCD1:1, así como un factor de transcripción OBP1 de unión a DOF. Se piensa que la OBP1 promueve la progresión del ciclo celular mediante la inducción de la expresión de CYCD3:3 y varios otros reguladores del ciclo celular. (Ikeuchi M. et al. 2013)[pic 3]
HIPOTESIS
Lograremos identificar las respuestas de los explantes sembrados para la inducción de callo en presencia de citocininas contenidas en el agua de coco.
OBJETIVOS
- Que el estudiante analice el efecto de las citocininas presentes en el agua de coco sobre la inducción de callo en explantes de Daucus carota.
METODOLOGÍA
Tabla 1. Medio de cultivo
Medio de inducción de callo | Para 1 Litro | Para 225 ml de medio experimental | Para 225 ml de medio de control |
Medio basal de Murashiage & skoog | 4.43 g | 0.964 g | 0.964 g |
Agua de coco | 100 ml | 22.5 ml | 0 |
Sacarosa | 30 g | 6.7 g | 6.7 g |
Agar (0.2g para 25 ml) | 8 g | 1.8 g | 1.8 g |
1.- Medio Experimental: En un vaso de precipitados mezclar 190 ml de H2O destilada, medio basal de Murashiage & Skoog, la sacarosa y el agua de coco.
Medio control: En un vaso de precipitados meclar 210 ml de H2O destilada, el medio basal de Musihage & Skoog y la sacarosa.
2.- Se ajustó el pH a 5.8 ± 0.02.
3.- Se aforaron a 255 ml con H2O destilada.
4.- Se colocaron 0.2 g de agar en cada frasco para cultivo y agregar 25 ml de medio de inducción de callo.
5.-Se taparon los frascos y esterilizar en autoclave durante 20 minutos a 120 °C y 15 lb·pulg-2 de presión.
Establecimiento del cultivo aséptico
Tabla 2. Soluciones de esterilización
Solución de etanol al 70% | 150 ml | 200 ml |
Etanol al96% | 109 ml | 145 ml |
Agua destilada estéril | 41 ml | 55 ml |
Solución de cloro al 3% | 150 ml | 200 ml |
Cloro comercial al 6% | 75 ml | 100 ml |
Agua destilada estéril | 75 ml | 100 ml |
Tween 20 | 1 gota | 1 gota |
Procedimiento
1.- Se Cortaron las zanahorias en 2 o tres partes.
2.- Se preparó una solución jabonosa y lavaron los trozos de zanahoria. Se enjuagaron muy bien con agua corriente.
3.- En la campana de flujo laminar, se preparó una solución de Etanol al 70% y una solución de cloro al 3% 1 gota de Tween 20, cada una en un vaso de precipitados de 250 ml estéril (Tabla 2).
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