Una de las características más destacadas del orden Trogoniformes es la presencia de plumaje iridiscente

Una de las características más destacadas del orden Trogoniformes es la presencia de plumaje iridiscente, que se distribuye ampliamente por todo el grupo salvo en las especies del género asiático Harpactes. Estudios anteriores indicaron que las nanoestructuras productoras de iridiscencia varían en forma y disposición a lo largo de la orden. Así, el presente estudio pretende reconstruir la historia evolutiva de esas nanoestructuras en un contexto filogenético. Los resultados muestran algunas tendencias claras en la evolución de las nanoestructuras productoras de iridiscencia a lo largo y ancho del orden.

INTRODUCCION

Los trogones y quetzales (Aves: Trogoniformes: Trogonidae) forman parte de un orden pantropical relativamente pequeño de 39 especies reconocidas de aves frugívoras (Sibley y Monroe 1990). Casi todas las especies dentro de la orden son aves cavitadoras (Collar 2001). Algunas especies usan cavidades previamente existentes, mientras que otras excavan en una variedad de árboles de podredumbre blanda, montículos de termitas o en los nidos de otros insectos sociales (Brightsmith 2005). Ambos sexos participan en la excavación de nidos, incubación de huevos y cuidado parental. Tanto en los trogones masculinos como femeninos, la coloración proviene de la pigmentación de carotenoides y melanina, así como de modificaciones en la microestructura de las plumas (Johnsgard 2000). Este último mecanismo es el que da a los trogones una de sus características más destacadas, la iridiscencia, ampliamente distribuida en el orden, con la excepción de las especies del género asiático Harpactes.

La iridiscencia es una forma de coloración estructural en la que el color percibido cambia según el ángulo de observación o iluminación. Este fenómeno se produce por la interacción de la luz con las nanoestructuras que, como lo señala Prum et al. (1999b),"son similares en tamaño a las longitudes de onda de la luz visible". Las nanoestructuras productoras de color están ampliamente distribuidas entre las aves, otros animales e incluso plantas (Lee et al. 2000), y son antiguas, como lo demuestran los numerosos fósiles del Burgess Shale (Middle Cambrian, British Columbia, 515 Mya; Parker 2000) que exhiben este tipo de coloración. Además, se han encontrado nanoestructuras colorantes en las plumas fósiles de la pizarra bituminosa (Middle Eocene, Alemania; Vinther et al.ccc

2010), lo que sugiere que la coloración estructural ha estado presente entre las aves durante mucho tiempo. Dentro de Aves, hay una gran diversidad de estas nanoestructuras (ver Durrer 1977,1986), pero la mayoría comparten una organización estructural similar y por lo tanto un mecanismo físico similar para producir color (para una explicación detallada, ver Prum 2006; Prum et al. 1999b).

Durrer y Villiger (1966) realizaron un estudio microscópico electrónico de las nanoestructuras productoras de iridiscencia en siete especies pertenecientes a cinco géneros de Trogoniformes (Pharomachrus, Trogon, Priotelus, Apaloderma y Harpactes). Sus resultados mostraron que estas nanoestructuras son matrices de gránulos de melanina y vacuolas de aire suspendidas en la queratina del barbule (una descripción más detallada de la variación de estas estructuras se puede encontrar en Durrer 1977). Estructuras similares que producen iridiscencia han sido reportadas por varias órdenes y familias de aves, incluyendo patos, vencejos, colibríes, palomas, turacos, martines pescadores y varios Galliformes y Passeriformes (Durrer 1977,1986; Dyck 1971,1976,1978,1987; Fox 1976; Lucas y Stettenheim 1972). En los trogones, sin embargo, estas estructuras varían en forma y arreglo dentro del orden. Estos resultados sugieren que los Trogoniformes son un buen modelo para estudiar la evolución de estas nanoestructuras. Sin embargo, como no había hipótesis filogenéticas disponibles en el momento del estudio de Durrer y Villiger (1966), no fue posible hacer ninguna inferencia adicional sobre la forma en que estas nanoestructuras podrían haber evolucionado dentro del grupo, ya que el uso de las filogenias es la única manera de entender la evolución del carácter en un contexto histórico (Losos 1996).        

En el estudio presentado aquí, nuestro objetivo era reconstruir la historia evolutiva de las nanoestructuras productoras de iridiscencia dentro de los trogones. Para ello, (1) realizamos un estudio de microscopía electrónica de transmisión de las plumas iridiscentes de los trogones, (2) inferimos la filogenia del grupo utilizando datos de secuencia mitocondrial y nuclear, y (3) mapeamos la morfología y la matriz de las nanoestructuras productoras de iridiscencia sobre la filogenia molecular.

MATERIAL Y MÉTODOS

Estudio microscópico electrónico de transmisión de las plumas

Se utilizó un microscopio electrónico de transmisión (TEM; JEOL JEM 100 CXII) para obtener imágenes de las nanoestructuras productoras de iridiscencia, utilizando una pluma cada una de la región del manto en 24 especies de Trogoniformes y dos especies de Coliiformes. Las plumas se obtuvieron de la Colección de Ornitología del Museo Americano de Arte Contemporáneo.

Historia Natural (AMNH; Tabla 1). Para preparar las plumas para la microscopía electrónica, una versión modificada del protocolo estándar de Bozzola y Se utilizó Russell (1992). En primer lugar, se obtuvieron fragmentos de 1 mm de longitud de las barbillas de cada una de las plumas y se limpiaron a fondo con jabón común y agua del grifo para eliminar cualquier resto de aceites. A continuación, las muestras se deshidrataron utilizando una serie de etanol graduado (70%, 80%, 96%, 100%, 100%, 100%, 100%; una hora por cambio), seguidas de dos.

cambios de óxido de propileno para completar el proceso de deshidratación. A continuación, las muestras fueron infiltradas con resina (Araldite 6005 Kit; Spi-Chem) y óxido de propileno en las siguientes concentraciones: 1:2 durante dos horas a 60°C, 1:1 durante 24 h a temperatura ambiente, y 2:1 durante 24 h a temperatura ambiente. Finalmente, las muestras se incrustaron en resina pura fresca, utilizando moldes planos de incrustación (Ted Pella), y se dejaron polimerizar durante 24 horas a 60°C. Los bloques de resina que contenían las plumas fueron cortados en secciones delgadas utilizando un cuchillo de cristal y un ultramicrotomo (Ultracut E, Reichert-Jung) para obtener secciones de aproximadamente 600Å de espesor. Estas secciones se colocaron en rejillas de níquel de 300 mm en malla de 3 mm (Ciencias de la Microscopia Electrónica), y se mancharon con acetato de uranilo al 5% (Spi-Chem) alcohólico. y una solución acuosa de citrato de plomo al 0,4% (Spi-Chem) durante diez y cinco minutos, respectivamente. Las fotografías de las nanoestructuras fueron obtenidas para cada una de las muestras a 8000× aumentos, y analizadas.

utilizando el software Image Pro Plus, versión 3.0 (Media Cybernetics). Para cada muestra, se midieron los siguientes caracteres (véase la Fig. 1): granulado de melanina (denominado microtubo a partir de ahora) zona (n=50 por pluma); área de cámara de aire (es decir, zona dentro del microtubo de melanina) (n=) 50 por pluma); y diámetro del microtubo (n=50 por pluma). El área de melanina dentro de cada microtubo se determinó restando el área de la cámara de aire del área total del microtubo; de este resultado, se calculó el porcentaje de melanina para cada microtubo. Para comparar las cantidades de microtubos entre las diferentes especies, el número total de microtubos dentro de los seis cuadrantes de 1.25?2 fueron cuenta en el interior, exterior y matriz (medulla) de cada barbule.

Datos de secuencia de ADN

La deducción de las relaciones filogenéticas de trogones y quetzales ha sido objeto de varios estudios moleculares (DaCosta y Klicka 2008; Espinosa de los Monteros 1998,2000; Hosner et al. 2010; Johansson 1988; Johansson y Ericson 2003,2005; Moyle 2005; Sorenson et al. 2003). Por lo tanto, las secuencias de ADN de varios genes están disponibles en GenBank (Tabla 2), de la que se obtuvieron secuencias para 24 especies de trogones que representan el 62% de todas las especies reconocidas (Sibley y Monroe 1990). A partir de las conclusiones presentadas por Espinosa de los Monteros (2000), tres especies de aves ratoneras (Coliiformes: Colius colius Linné; C. striatus J. F. Gmelin; y C. leucocephalus Reichenow), y tres especies de Cuculiiformes (Centropus sinensis Stephens; Geococcyx velox Wagner; y Cuculus fugax Horsfield) se utilizaron como grupos externos, este último como un linaje más lejano. Las publicaciones originales para los nombres de las especies aquí incluidas son: Gmelin 1789; Horsfield 1821; von Linné 1766; Reichenow 1879; Stephens. 1815; y Wagner 1836.] Se utilizaron secuencias de tres genes mitocondriales y cuatro nucleares para inferir la filogenia molecular. La mayoría de las secuencias citocromo b (1143 pb) y 12S de ARN ribosómico (1016 pb) se obtuvieron de Espinosa de los Monteros.

(1998). Se obtuvieron de Moyle (2005) secuencias para la subunidad 2 de deshidrogenasa NADH (NADH 2;1042 bp) y para la proteína activadora de la recombinación 1 (RAG1;2873 bp); las correspondientes al intrón 11 de gliceraldehído-3-fosfato deshidrogenasa deshidrogenasa intrón 11 (GAPDH; 358 pb) y al intrón 2 de mioglobina (734 pb) se tomaron de Johansson y Ericson (2003,2005), mientras que las secuencias para el intrón 7 de? -fibrinógeno

(939 pb) se tomaron de Fain y Houde (2004). Finalmente, los genes mitocondriales citocromo b y 12S fueron secuenciados para este estudio para Pharomachrus mocinno, Trogon citreolus, T. melanocephalus y T. massena. Los métodos utilizados para la extracción, amplificación y secuenciación del mtADN han sido detallados en Espinosa de los Monteros (1998). La alineación inicial de las secuencias se realizó mediante el programa Clustal X (Thompson et al. 1997), seguido de la depuración manual.

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