Visualización de células procariontes y eucariontes al microscopio óptico

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Informe laboratorio:

Visualización de células procariontes y eucariontes

al microscopio óptico

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Introducción

El microscopio es un aparato muy importante dentro de un laboratorio ya que es sumamente útil para la investigación científica. Inventado en el año 1595 por el fabricante de lentes holandés, Zacharias Janssen, su invento fue un punto de partida para el desarrollo de la biología celular, ya que comprender la organización estructural de las células es un requisito esencial para aprender su funcionamiento.

Sin embargo el microscopio óptico se ve limitado en su resolución debido a la longitud de onda de la luz visible, así pues, la resolución máxima alcanzada está determinada por la longitud de onda de la luz, que abarca desde los 0,4 µm (violeta) hasta 0,7 µm (rojo). En la práctica, las bacterias y las mitocondrias que tienen alrededor de 0,5 µm de diámetro, son las estructuras más pequeñas que se pueden observar funcionamiento (Alberts, 2002, Biología molecular de la célula, p.579-581). Es por esto que fue necesaria la invención de nuevas técnicas de observación, tales como el microscopio electrónico que permite realizar observaciones de imágenes amplificadas que llegan a longitudes de decimas de nanómetros.

En el presente informe práctico de laboratorio nos enfocaremos en la descripción y análisis de las observaciones realizadas de diferentes muestras a través del microscopio óptico. Para ello partimos determinando el diámetro de campo visual del microscopio utilizado en cuestión para así poder realizar el cálculo del tamaño promedio que tienen las estructuras de las muestras observadas. Además logramos identificar distintas estructuras visibles dentro de las células que ciertos casos se encontraban marcadas por la tinción que se les realizó previamente o que destacaban naturalmente por su pigmentación, como los cloroplastos encontrados en células vegetales.

Objetivos

El propósito o finalidad de este ejercicio práctico está orientado al poder observar e identificar células procariontes  y eucariontes: formas y estructuras de las mismas. Por otra parte, es esencial comprender o deducir los diámetros del campo visual que nos permite obtener el microscopio ocular, a fin de estimar el tamaño y cantidades de las muestras a estudiar. Consecuentemente, el uso correcto del microscopio es implícito en la actividad, por lo que, como objetivo secundario (si se quiere) podemos mencionar el correcto uso de microscopio óptico, o reforzar el conocimiento adquirido con anterioridad. Es un punto de suma importancia, y no menor, ya que será nuestra principal herramienta en los laboratorios y por supuesto también, durante toda nuestra formación.

Objetivo general:

Visualización de células procariontes y eucariontes al microscopio óptico.

Objetivos específicos:

1-        Determinar el diámetro del campo visual mediante la observación bajo microscopio de un trozo de papel milimetrado.

2-        Identificar estructuras subcelulares visibles al microscopio de células procariontes y eucariontes.

Métodos

Como primer ejercicio y referencia para lo precedente, observaremos una muestra de 1x1cm de papel milimetrado, para calcular los diámetros de campo de visión asociados a cada objetivo (10x, 40x y 100x). Para esto, verificamos que el microscopio se encuentre con su objetivo de menor tamaño colocado, la platina en su nivel más bajo en relación al revolver (si no es así, utilizaremos los tornillos macrométricos para corregir su postura). Una vez revisado esto, procedemos a enchufar el microscopio a una toma de corriente, lo encendemos y ubicamos la muestra con el trozo de papel sobre la platina, fijandola además con las pinzas. Luego de haber encendido el microscopio ajustamos el objetivo de menor tamaño colocado y procedemos a subir la platina utilizando el tornillo macrométrico, y mientras observamos a través de los oculares, ajustaremos la imagen hasta que se encuentre enfocada. Cuando la imagen sea nítida, utilizaremos el tornillo micrométrico para afinar la imagen y así percibir con todo detalle el campo visual a disposición y procedemos a calcular el diámetro de campo visual para el objetivo 10x, dato que será utilizado para calcular los diámetros de campo visual de los objetivos mayores reemplazando en la siguiente fórmula:

DCV[obj. mayor]=(aumento obj. menoraumento obj. mayor)*DCV[obj. menor][pic 4]

Una vez que determinamos los diámetros de campo de visión de los objetivos procedemos a observar las muestras. Para esto, retiramos la muestra de papel milimetrado, y con el objetivo de menor aumento (10x), colocamos la muestra de hepatocito de anfiuma sobre la platina, la aseguramos con las pinzas, y ajustamos la imagen utilizando solo el tornillo micrométrico. Repetimos este procedimiento (ajustar la imagen) con los otros objetivos (40x y 100x); observamos su estructura, su forma, su disposición y estimamos el tamaño de las células en relación al cálculo extraído de la observación realizada a la muestra de papel milimetrado. Para el objetivo de 100x, dejamos el revólver entre el objetivo de 40x y 100x, y es en este punto en el que vertemos una gota de aceite de inmersión para ser capaces de observar a través del objetivo de mayor aumento. Es en este punto donde nos podemos permitir realizar el cálculo estimado de la longitud de las células hepáticas de la anfiuma ya que se facilita el conteo de estas dentro del campo visual. Calculamos el tamaño promedio de las células de la muestra mediante una simple división entre el DCV y el número de células dentro de este diámetro, así pues, repetiremos el mismo método para realizar el cálculo en las siguientes muestras. Para esto, moveremos el revólver y lo devolveremos a el objetivo de menor aumento (10x) para extraer la muestra, limpiarla, y de paso también remover el aceite depositado sobre el lente del objetivo.

Una vez finalizado este procedimiento proseguimos con la observación de las siguientes muestras repitiendo exactamente los mismos pasos realizados anteriormente. En el caso de las muestras de elodea y pasto se saca una hoja del tallo de una de ellas y se procede a cortar una muestra lo más fina posible, en el caso de la elodea esta de encuentra hidratada y solo basta con colocarla sobre el portaobjetos y cubrirla con el cubreobjeto. Entonces se procede a observar con los objetivos 10X,40x y 100X utilizando para este último aceite de inmersión.

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