Aerobiosis

PRACTICA N°9

CONSUMO DE GLUCOSA EN AEROBIOSIS POR Saccharomyces cerevisiae.

“EFECTO PASTEUR”

I. INTRODUCCION

Un gran número de levaduras pueden metabolizar los azúcares en aeorobiosis y en anaerobiosis. Al permitir la respiración un mejor rendimiento celular, entonces, para un mejor rendimiento celular, se consume menos azúcar en aerobiosis que en anaerobiosis, o dicho de otro modo, la aerobiosis implica una disminución del consumo de azúcar y una disminución de la fermentacion. Esta inhibición de la fermentación por la respiración se llama “Efecto Paseur”.

Esta inhibicion se explica por la competicion entre el piruvato descarboxilasa (fermentación) que tiene una baja afinidad por el piruvato (KM = 3 – 4 mM) y la piruvato deshidrogenasa (respiración) que tiene una gran afinidad (0,1 -0,2 mM.

Asi pues, únicamente cuando la cantidad de piruvato sobrepasa la capacidad de la piruvato deshidrogenasa puede entonces acumularse para permitir el funcionamiento de la piruvato descarboxilasa y, de este modo, hacer posible la fermentación.

La disminución del consumo de glucosa en aerobiosis puede explicarse, por una regulacion a nivel de etapas de la glicólisis.

La importancia del efecto Pasteur varía según las especies de levaduras. Es tanto mas marcado cuando mas importante es el metabolismo respiratorio en las cepas. El efeco Pasteur es más notorio en Candida Tropicalis. En Saccharomyces cerevisiae, el efecto Pasteur bien está ausente, o bien tiene una amplituda muy débil.

La presente experiencia práctica de laboratorio, tiene como finalidad la desmostracion del efecto de la aireación sobre el consumo de glucosa por Saccharomyces cerevisiae, (levadura del pan o del vino).

II. MATERIALES Y METODOS

1. MATERIALES.

-Material biológico: Saccharomyces cereviasiae “levadura de pan o de vino” (suspensión al 10% en agua destilada).

-Material y equipo de laboratorio:

• Sistema de incubación: Matraz o tubo de ensayo de 50 mL de capacidad, manguerilla delgada para salidad e aire.

• Bomba de aire.

• Gradilla (01) y tubos de 16 x 125 mm (07).

• Pipetas de 1mL (01) , 2mL (02) y 10mL (02) y 10mL (02).

• Cocina eléctrica y pocillo.

• Espectrofotómetro.

-Reactivos y soluciones:

• Buffer acetato 0,1M pH5,0

• Glucosa 0,2M en agua destilada.

• Ácido sulfúrico 2/3 N

• Tungstato de soido 10%

• Soluciones cúprico alcalina

• Agua destilada

2. METODOS.

A. SISTEMA DE INCUBACION

1. En un matraz o tubo de ensayo de 50mL, adicionar:

a) Buffer acetato 0,1 M pH 5,0…………. 12,0 mL

b) Glucosa 0,2M en agua destilada ……1,8 mL

c) Levadura 10%...................................1,5 mL

2. Mezclar y, en el acto, tomar una alicuaota de 1mL y colocarla en un tubo que contiene 1mL de H2SO4 2/3N. Mezclar y dejar en reposo mientras se procede con el siguiente paso. Esta alicuaota corresponde a la muestra del tiempo cero (0 minutos).

3. A través de una manguerilla fina, conectar el sistema de incubacion auna bomba de aire para el suministro de una franca y correspondiente aireación. Proceder ala incubacion con aireación constante, anotando el tiempo de incubación desde el momento en que se toma la primera muestra (tiempo cero).

4. A continuación, a la muestra del paso 2 (tiempo 0´), se le adiciona 1mL de tungstato de sodio 10%. Mezclar vigorosamente, dejar en reposo por 2 minutos, agregar 7ml de agua destilada, mezclar por inversion y filtrar.

5. Luego de transcurrido una hora (tiempo 60´), y tomar la segunda muestra y proceder, primero, como en el paso 2 y, luego como en el paso4.

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