Método de Dennis

Método de Dennis

Preparación de la solución jabonosa de trabajo:

Preparar una solución de detergente en polvo al 10% (solución madre), mezclando 10 gr de detergente en 10 ml de agua.

Preparar solución jabonosa de trabajo mezclando 5ml de solución madre en 995 ml de agua.

Procedimiento.

1. Colocar en un mortero aproximadamente 2 gramos de heces.
2. Añadir 15 ml de solución jabonosa de trabajo y homogenizar con el pistilo.
3. Tamizar a través de un colador depositando el filtrado en una probeta y agregar solución jabonosa de trabajo hasta la marca de 50 ml.
4. Dejar reposar por 15 minutos.
5. Decantar el sobrenadante de la probeta dejando únicamente el sedimento.
6. Agregar nuevamente solución jabonosa de trabajo hasta la marca de 50 ml, agitar. (ilustración 2)
7. Dejar reposar por 15 minutos.
8. Repetir el procedimiento 3 veces más.
9. En el último lavado, dejar el sedimento en aproximadamente 5 ml de la solución jabonosa de trabajo, agregar unas gotas de lugol (en el laboratorio se usó azul de metileno), agitar y dejar reposar por 5 minutos. (Ilustración 4)

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Desventajas de la prueba:

Menos confiable que pruebas inmunológicas como Elisa directa e indirecta (Bocayá 2015).

No representa la sensibilidad suficiente para ser utilizada como único método de diagnóstico de Fasciola hepática (Boyacá, 2015).

Ventajas de la prueba:

Bajo costo económico (Bocayá 2015).

Accesibilidad a los materiales para realizarla (Bocayá 2015).

Útil para el diagnóstico de fasciolosis bovina (Bocayá 2015).

Resultados[pic 9]

La prueba fue negativa, al no encontrarse hallazgos

De estructuras parasitarias.                                                                                                                                                                                                              

Esporulación in vitro de coccidias.

La coccidiosis es una enfermedad importante, como causa de pérdidas económicas en animales de producción. Las especies causantes de esta enfermedad se encuentran ampliamente diseminados en animales domésticos y silvestres. Al momento de la excreción, los ooquistes no son infectivos todavía para el hospedero susceptible y necesitan como parte del ciclo desarrollarse en un ambiente adecuado, dando lugar a la esporulación.

Procedimiento

1. Verificar la presencia de ooquistes de coccidia, no esporulados, en la muestra de heces, mediante el método de flotación.
2. Preparar la solución de dicromato de potasio al 2.5%.
3. Se colocan 3gr de heces positivas a ooquistes de coccidia en placas Petri
4. SE le agregan 12 ml de la solución de dicromato de potasio al 2.5%. Se remueve con un baja lenguas hasta disolver las heces completamente.
5. Se deja la placa cubierta, procurando que haya espacio de aire entre el contenido y la placa.
6. SE incuba a temperatura ambiente durante 3 a 10 días en cámara húmeda.
7. Diariamente se debe abrir la placa Petri y remover el contenido de la placa con movimientos circulares (con ayuda de un palillo), para permitir la oxigenación de los ooquistes en desarrollo (hasta formar burbujas al menos 2 veces al día).
8. La verificación de la esporulación se puede realizar mediante la observación directa al microscopio, de una gota de la preparación o a través del método de flotación de la suspensión preparada, con el fin de concentrar los ooquistes.

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Desventajas

Es necesaria otro tipo de prueba o método o prueba para verificar la especie de la coccidia (Alcaíno 2002).

Tiempo de esporulación puede variar según condiciones de humedad, oxígeno y temperatura. (Hernández, 2002)

Ventajas

Identificación de los géneros de eimeria (Serrano 2010).

Resultados.

Fue posible diferenciar el Género Eimeria sp. ya que contiene 4 esporoquistes.

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                                                                                                                                                        Esporoquistes[pic 17][pic 18]

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