Parasitologia practica 7

PRÁCTICA 7

TÉCNICAS DE COLORACIÓN DE HELMINTOS

INTRODUCCIÓN:

La taxonomía en los parásitos se basa en la mayoría de los casos en características morfológicas presentes o ausentes; sin embargo, para observar dichas características es preciso colorear y transparentar los parásitos, debido a que en la mayoría de los casos, su cuerpo es opaco, dificultándose la observación.

OBJETIVOS

1.- Continuar con el procesamiento de los parásitos obtenidos en las prácticas anteriores.

2.- Conocer y aplicar las técnicas de rutina de coloración, transparentación y montaje de helmintos.

3.- Comparar los helmintos coloreados y sin colorear.

MATERIAL PROPORCIONADO:

El Laboratorio:

1.- Microscopio        

 2.- Estereoscopio

3.- Carmín Acético de Semichón

4.- Transparentadores

5.- Resina sintética neutra

6.- Hematoxilinas de Van Cleave y de Delafield        

7.- Pizetas con agua destilada, agua carbonatada, agua acidulada, etanol 70, 80, 90 y 100%, etanol 70% carbonatado y etanol 70% acidulado

El Alumno:

1.- Bata limpia

2.- 8 cajas de Petri

3.- Pipetas Pasteur y bulbos

4.- Portas y cubres

5.- Etiquetas

6.- Agujas de disección curvas

7.- Parásitos encontrados en la disección anterior

MÉTODO

Modificado de Meyer y Penner, 1962; Melvin y Brooke, 1971; Trujillo y cols., 2001.

Hematoxilina de Van Cleave o de Delafield:

1.- Los ejemplares se lavan en cajas de Petri con agua destilada por tres veces de 3-5 minutos c/u para eliminar el etanol 70%.

2.- Se colorean en una caja de Petri que contenga Hematoxilina de Van Cleave (15-60 minutos aprox.) o de Delafield (1 minuto aprox.).

3.- Lavar en agua destilada y revisar al estereoscopio.

4.- Contrastar en agua acidulada durante 2-3 segundos y lavar inmediatamente en agua destilada.

5.- Si la coloración es aceptable, neutralizar en agua carbonatada por 3-5 minutos y lavar en agua destilada.

6.- Deshidratar en la serie progresiva de etanol 70, 80, 90 y 100% de 3-5 minutos c/u.

7.- Transparentar en Salicilato de Metilo, Creosota de Haya o Xilol durante 24 horas.

8.- Montar entre porta y cubre con resina sintética neutra.

9.- Etiquetar las laminillas con los datos mencionados en la práctica anterior y dejar secar.

Carmín Acético De Semichón:

1.- Los ejemplares se pasan directamente del etanol 70% al colorante de carmín durante 1-3 horas.

2.- Se lavan en etanol 70% y se observan al estereoscopio.

3.- Se contrastan en etanol 70% acidificado y se lavan en etanol 70%.

4.- Se neutraliza en etanol 70% carbonatado durante 3-5 minutos y se lava en etanol 70%.

5.- Se deshidrata en la serie progresiva de etanol 80, 90 y 100% de 3-5 minutos c/u.

6.- Transparentar en Salicilato de Metilo, Creosota de Haya o Xilol durante 24 horas.

7.- Montar entre porta y cubre con resina sintética neutra.

8.- Etiquetar las laminillas y dejar secar.

Combinada: Las técnicas de coloración se pueden utilizar en forma simple o combinada, tanto para trematodos, cestodos y acantocéfalos.

1.- Lave sus ejemplares y sobrecoloree con hematoxilina.

2.- Lave sus ejemplares en agua destilada y pase a etanol 70% de 3-5 minutos.

3.- Coloréelos con Carmín Acético de Semichón durante 5-15 minutos y siga con el resto de la técnica.

[pic 1][pic 2]

RESULTADOS

1.- En su Manual de Laboratorio haga esquemas rotulados y coloreados de los parásitos que procesó.

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