Practica Parasitologia

COPROLOGÍA PARASITARIA

El análisis coprológico persigue la detección e identificación de los parásitos intestinales o de otra localización, cuyas formas se encuentran en las heces. En una muestra fecal pueden observarse protozoos (trofozoítos, quistes, ooquistes, esporas), helmintos (huevos, larvas, ocasionalmente adultos enteros o segmentos) y larvas de moscas

Los resultados de un análisis coprológico dependerán de la obtención de muestras adecuadas y del correcto procesamiento de las mismas. Debe tenerse en cuenta que no existe una técnica universal idónea para todos los posibles parásitos que podemos encontrar; cada uno se identifica de forma óptima con una técnica particular.

RECOLECCION DE MUESTRAS

Recomendaciones al paciente.

Algunos alimentos dificultan el análisis coprológico y, por lo tanto, deben de evitarse; este es el caso de las legumbres, de los tomates y pimientos con piel, o de frutas como los higos y fresas.

En algunos casos se recomienda una dieta blanda (pescado blanco, lácteos, huevos, arroz y confituras) durante tres días, antes de la toma de muestra.

Por otra parte, ciertos tratamientos-sales de bario y bismuto, aceite mineral, antidiarreicos no absorbibles, antibióticos y antimaláricos- invalidan el análisis parasitoscopico. Después de la administración de estos compuestos, los parásitos pueden no ser recuperables durante varios días. La toma de muestra debe retrasarse 5/7- 10/14 días.

Número de muestras.

Una muestra única negativa carece de significación: las muestras únicas sólo son válidas cuando son positivas y exclusivamente para los parásitos que muestran. No existe un criterio universal sobre el número de muestras que deben examinarse, normalmente, se recomienda el examen de tres muestras, dos procedentes de deposiciones normales obtenidas en días alternos en un plazo de 10 días.

Cuando se sospecha de giardiosis y las tres primeras muestras son negativas, se recomienda examinar tres muestras más, obtenidas a intervalos de una semana. Ante la sospecha de una amebosis intestinal, se recomienda el examen de 6 muestras, obtenidas en un plazo de 14 días; así se asegura el diagnóstico en el 90% de los casos.

Cantidad.

Generalmente se recomienda, en el caso de heces formes, una muestra que tenga aproximadamente el tamaño de una nuez ( 20 gr aproximadamente); en el caso de heces líquidas, una cantidad equivalente a 5-6 cucharadas soperas.

Seguridad

Toda muestra biológica- fuente potencial de material infeccioso-debe manipularse con cuidado, en áreas específicas, utilizando los materiales adecuados y debe eliminarse correctamente ( tras destruir-por calor o tratamiento químico-los posibles agentes infecciosos.

Recolección de la muestra / posibilidad de examen.

Algunas formas parasitarias se deterioran rápidamente tras la evacuación, haciendo difícil su diagnóstico. Por ello, lo ideal sería que la muestra se recogiese en el propio laboratorio y se examinase lo antes posible:

Heces líquidas en los 30 minutos siguientes a la defecación

Heces blandas en la primera hora

Heces formen en el transcurso del día.

Obviamente esto no puede ser posible y es por ello que la muestra debe de preservarse- en ningún caso se debe de congelar o incubarse-recurriendo al uso de soluciones fijadoras, que pueden ser fijadores simples o mezclas fijadoras, que conserven las posibles formas parasitarias en las heces.

Recipientes/Etiquetado

Se recomienda el uso de recipientes de plástico transparente, desechables, de boca ancha, limpio y seco, de cierre hermético. El uso de uno o varios sin o con determinados fijadores) dependerá de los casos y de la disponibilidad de cada laboratorio.

En el recipiente que se recoja la muestra deben figurar los siguientes datos: , código, nombre del paciente, sexo, edad, fecha y hora de la recolección.

CONSERVACIÓN DE LAS MUESTRAS

Como se ha indicado previamente, el examen de las muestras fecales no puede realizarse habitualmente tras la emisión, por lo que la muestra ( toda o en parte) debe preservarse con soluciones fijadoras. Las distintas alternativas, con sus ventajas e inconvenientes, se exponen a continuación.

Fijador de Schaudinn.

Contiene cloruro de mercurio, etanol, glicerina y ácido acético. Se utiliza para muestras fecales y de la superficie de la mucosa intestinal.

Ventajas Desventajas

Preserva trofozoítos y quistes de protozoos Escaso poder adhesivo con muestras Permite la realización de tinciones líquidas y mucoides

permanentes ( peor que el PVA) No es aconsejable para procedimientos de

concentración

Contiene cloruro de mercurio ( tóxico)

Alcohol polivinílico (PVA).

Fijador de Schaudinn más PVA. Puede obtenerse líquido (comercializado) o prepararse añadiendo PVA en polvo al fijador anterior. El PVA es una resina plástica ( se recomienda que se tenga hidrólisis alta y viscosidad baja o media), que actúa como adhesivo ( la muestra se extiende y adhiere al portaobjetos)

Ventajas

-Permite la realización de tinciones permanentes, idóneo para trofozoítos y quistes

-Permite la realización de técnicas de concentración ( formol/éter)

Vida media alta en contenedores sellados Desventajas

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- Contiene cloruro de mercurio

Difícil de preparar

No permite la realización de pruebas de inmunodiagnóstico

Los quistes de Giardia, huevos de Trichuris y ooquistes de Isospora no se concentran tan fácilmente como en las muestras formoladas.

- Las larvas de Strongyloides se deterioran.

- Una vez abierto y distribuido en viales pequeños su vida media es más corta.

SAF

Contiene acetato sódico, ácido acético glacial, formol y agua. Preserva trofozoítos, quistes, ooquistes, esporas de microsporidios y larvas.

-Permite realizar técnicas de concentración -Tinciones permanentes difíciles de realizar.

( formol/eter -Pobre capacidad adhesiva; se recomienda

-Pueden realizarse tinciones permanentes ( el uso de portaobjetos tapizados con con el sedimento concentrado-véase albúmina ( albúmina de Mayer)

inconvenientes. -Tinción con hematoxilina férrica mejor que

-El sedimento concentrado

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