REGLAMENTO DEL LABORATORIO

REGLAMENTO DEL LABORATORIO

1. DE LOS ALUMNOS.

1. Asistir al laboratorio 5 minutos antes de la sesión de la práctica. Se tomará lista de asistencia en punto de la hora de sesión, se darán hasta 10 minutos después de la hora de retardo, dos retardos equivalen a una inasistencia.

1. Obligatorio asistir a las sesiones de laboratorio con bata y zapato cerrado, guantes de látex y gorro que cubra el cabello en su totalidad (personas que tengan cabello largo deberán sujetarlo de manera que este no obstruya la visibilidad)

1. Mostrar una actitud disciplinada, guardar respeto tanto por los compañeros como del personal que labore en dicha instalación.

1. Estrictamente prohibido fumar y comer dentro de las instalaciones del laboratorio. Además del uso del CELULAR en horario de clase, solo con la excepción de cuando se requiera evidencia fotográfica para el reporte de la práctica.

1. En caso necesario, proporcionar espécimen orgánico u otro material de trabajo que se solicite para la práctica.

1. Entregar los reportes en el tiempo que establezca el profesor de clase, así como los trabajos académicos que sean encomendados.

1. Lavar las manos al llegar y después de salir del laboratorio, así como cuantas veces sea necesario durante el desarrollo de la práctica. Secar las manos con papel desechable.

1. Durante el desarrollo de la práctica, no tocar el celular o algún material didáctico como laptops, libros, cuadernos, para evitar contaminación y llevarla a áreas ajenas al laboratorio.

1. Utilizar el equipo de laboratorio siguiendo cautelosamente las instrucciones establecidas para su manejo.

1. En cuanto al transporte del microscopio de así requerirse, debe ser transportado sujetándolo por el brazo y la base, limpiar los oculares, objetivos y platinas antes y después de utilizar el microscopio y no dejar el microscopio encendido cuando no se haga uso del mismo.

1. Mantener las mesas de trabajo limpias y en orden. Al término de la práctica, se realiza higiene del área de trabajo.

1. Depositar la basura correspondiente de RPBI en los contenedores (rojos) así como la basura común en su área destinada.

1. Cuidar el material del laboratorio que sea proporcionado para la práctica. Concluida la sesión, es obligatorio lavar y entregar al instructor o profesor el material utilizado en buenas condiciones, de lo contrario el alumno será responsable de sustituir el material roto o extraviado.

1. Antes de salir del laboratorio, rectificar que el equipo no utilizado quede desconectado, las llaves de agua y gas cerradas.

1. DEL PROFESOR

1. Es obligación y deber de asistir a clases e impartirlas en el horario marcado.

1. Actualiza y enriquece los conocimientos de la asignatura con la finalidad de mantener al alumno a la vanguardia médica, con el fin de acercar al alumno al conocimiento.

1. Es responsable de atender y evaluar a los alumnos que se encuentren inscritos en el grupo. No tiene facultad para inscribir ni obligación de evaluar alumnos que no estén inscritos.

1. Expresa al inicio del módulo la forma de evaluación del curso y proporciona los alumnos los informes de práctica ya evaluados como máximo dos semanas después de entregado.

1. Los asuntos relacionados con el trabajo académico y entrega de calificaciones deben tratarse entre el alumno y el profesor, exclusivamente en las instalaciones del laboratorio respetando el horario de clase.

1. Proporciona, en la fecha establecida, calificaciones con el número de grupo de cada alumno al responsable del laboratorio, así como la información académica o la documentación que solicitado.

1. Asume la autoridad como responsable del grupo propiciando el orden y el respeto recíproco con los alumnos y el personal del laboratorio.

1. Imparte las prácticas de Laboratorio que se incluyan en la programación por

módulo y de acuerdo al calendario vigente en la facultad.

1. Inicia y concluye con puntualidad la sesión en el laboratorio; como caso de excepción, la práctica inicia con un máximo de diez minutos de retraso.

NOMBRE Y FIRMA DEL ALUMNO:          

RELACIÓN DE PRÁCTICAS

PRACTICA 1

OPERACIONES BÁSICAS DEL LABORATORIO DE BIOQUÍMICA

PRACTICA 2

ESPECTROFOTÓMETRO

PRACTICA 3

FLEBOTOMÍA

PRACTICA 4

PREPARACIÓN DE SOLUCIONES

PRACTICA 5

PRESIÓN OSMÓTICA.

PRACTICA 6

DETERMINACIÓN DE CLORO, SODIO Y POTASIO

PRACTICA 7

PH Y SOLUCIONES AMORTIGUADORAS

PRACTICA 8

MECANISMOS   DE   REGULACIÓN   DEL EQUILIBRIO  ÁCIDO-BASE        DESPUÉS DEL EJERCICIO MUSCULAR Y DE LA INGESTIÓN DE BICARBONATO

PRACTICA 9

INTERPRETACIÓN A NIVEL LABORATORIO DE UNA GASOMETRÍA ARTERIAL

PRACTICA 10

ANÁLISIS ESTRUCTURAL DE PROTEÍNAS

PRACTICA 11

PROPIEDADES GENERALES DE LOS AMINOÁCIDOS

PRACTICA 12

FACTORES QUE AFECTAN LA VELOCIDAD DE UNA REACCIÓN ENZIMÁTICA

PRACTICA 13

1

CADENA RESPIRATORIA

PRACTICA 14

OXIDACIONES BIOLÓGICAS: PRESENCIA DE CATALASA EN TEJIDO HÉPATICO

PRACTICA 15

ANÁLISIS DE AZÚCARES REDUCTORES

PRACTICA 16

DETERMINACIÓN DE GLUCOSA EN SANGRE

PRACTICA 17

PERFIL DE LÍPIDOS

PRACTICA 18

INTEGRACIÓN DEL METABOLISMO

PRACTICA 19

CASOS CLINÍCOS

PRACTICA NO. 1

OPERACIONES BASICAS DEL LABORATORIO DE BIOQUÍMICA

METODOLOGÍA.

1. El profesor y/o personal de laboratorio mostrará las áreas del Laboratorio de Bioquímica, ubicando los recipientes de RPBI y basura común, botiquín de primeros auxilios, salida del laboratorio, regadera y lavador de ojos, mencionando su uso exclusivo.

1. A manera de acoplamiento por parte del alumno y el profesor, este último comentará su experiencia en diferentes tipos de laboratorio de uso clínico en Hospitales y/o de investigación que hayan visitado alguna vez durante su experiencia profesional, de manera que el alumno retroalimenten en base también a su experiencia un acercamiento con laboratorios, con el objeto de ver que tanto están familiarizados con el uso de materiales y reactivos.

1. El profesor deberá mostrar el equipo de laboratorio utilizado con mayor frecuencia durante el curso, así como algunas operaciones básicas, las cuales se enlistan a continuación:

1. TITULACIÓN

1. Montar el soporte universal con la doble nuez y la pinza, y la bureta.
2. Colocar el vaso de precipitado debajo de la bureta, con la función de para recibir el vertido.
3. Llenar la bureta evitando salpicaduras o formación de burbujas.
4. Empezar a verter “X” cantidad de volumen en el vaso de precipitado, comprobando que el menisco cae justo en la medida deseada.
5. Teniendo en cuenta que con una mano se debe de manipular la llave y controlar la velocidad de vertido y con la otra mano se deberá agitar el vaso de precipitado, para ayudar a diluir la mezcla.
6. Al terminar, desmontar la bureta del soporte.

1. USO DE PIPETAS

1. Llenar medio vaso de precipitado con agua destilada.
2. Colocar pipetador automático o perilla de succión: medir 5mL y vaciar el volumen en un tubo de ensaye.
3. Repetir la operación 3 veces (punto 3 y punto 4)

1. USO DE MICROPIPETAS

1. Seleccionar la micropipeta y las puntas a utilizar teniendo en cuenta el volumen de solución a pipetear.
2. Seleccionar el volumen por medio de la rueda y/o tornillo de graduación, de forma firme pero suavemente de vuelta al tornillo mientras observa el cambio de la numeración del display. Teniendo cuidado de no exceder los límites de la micropipeta.
3. Colocar la punta correspondiente, presionar la punta firmemente usando un movimiento de torsión ligero.
4. Para la aspiración y la dispensación de líquido, efectuar lo siguiente:

1. Presionar el botón superior hasta el primer tope positivo.
2. Sostener la pipeta verticalmente, sumerja la punta en el líquido. La profundidad a la que la punta se sumerge en la muestra depende del modelo; en general menos de 6 mm.
3. Soltar el botón despacio y fácilmente para aspirar.
4. Esperar unos segundos y entonces retire la punta del líquido succionado, que en este caso será agua destilada.
5. Dispensar el líquido succionado en un tubo de ensaye
6. Presionar el botón suavemente hasta el primer tope.
7. Una vez dispensado el líquido, repetir la operación un par de veces para revisar la técnica.
8. Expulsar la punta presionando el botón de eyección.

1. ENFOQUE EN EL MICROSCOPIO

Los pasos a seguir para la perfecta utilización del microscopio son las siguientes:

1. Conectar el microscopio.
2. Colocar la preparación sobre la platina de forma que la estructura a observar quede en el orificio central de la platina.
3. Poner en el objetivo de menor aumento cuyo amplio campo visual facilita el hallazgo de estructuras importantes.
4. Subir la platina accionando el tornillo macrométrico y observar la preparación desde fuera hasta alcanzar el tope superior. En ningún caso tocar la preparación con los objetivos.
5. Observar por los oculares, bajando lentamente la platina con el tornillo macrométrico hasta conseguir ver el objeto lo más nítido posible.
6. Ajustar el enfoque con el tornillo micrométrico hasta distinguir claramente.
7. Para observar la preparación a mayores aumentos cambiar de objetivo con un simple giro del revolver (SIN MOVER EN NINGÚN CASO EL TORNILLO MACRO). Las pequeñas variaciones en el enfoque se producen al cambiar de objetivo y se corrigen con el micro.

1. Para observar otros campos, desplazar la preparación moviendo los tornillos de la platina.
2. Para cambiar la preparación: Bajar la platina, colocar el objetivo de menor aumento, quitar la preparación y colocar la siguiente
3. Una vez terminada la observación es necesario quitar la preparación y desconectar el microscopio.

REPORTE.

1. Investigar y complementa la siguiente tabla:

1. Utilizar evidencia fotográfica o esquemas donde se describa lo efectuado en clase, elaborar sus conclusiones.

PRACTICA NO. 2

ESPECTROFOTÓMETRO

[pic 1]

EQUIPO y MATERIAL        REACTIVOS

Espectrofotómetro        Solución de azul de Metileno o[pic 2]

safranina

Cubetas        Agua destilada

         3 Tubo de ensaye                                                                                        2 pipetas de 5 mL

         1 Perilla de succión                                                                                      1 gradilla

 [pic 3]

METODOLOGÍA.

1. Utilizando colorantes como azul de metileno o safranina efectuar una solución patrón y al menos tres diluciones seriadas, siguiendo indicaciones de tu profesor.
2. Las soluciones anteriores deben ser contenidas en un tubo de ensaye.
3. Investigar previamente la longitud de onda del espectro visible de acuerdo a la coloración que se desea analizar.
4. El personal del laboratorio describirá la operación del equipo y las consideraciones importantes acerca del uso y el cuidado del espectrofotómetro.
5. Efectuar la lectura de la solución patrón y las diluciones realizadas, con el objeto de registrar sus valores en unidades de absorbancia y transmitancia.

REPORTE.

Contestar las siguientes preguntas:

1. Describir el principio bajo el cual la radiación de rayos X es utilizada en el campo de la medicina.

1. Enlistar en términos espectrofotométricos la diferencia de color entre la sangre arterial y la sangre venosa.

1. Graficar e interpretar los resultados.

PRACTICA NO. 3

FLEBOTOMÍA

Preparación del paciente

1. Previamente el flebotomista verifica la identificación del paciente (nombre completo) y corroborarlo con la solicitud u orden del médico, previo a los analitos requeridos en la solicitud es importante hacer énfasis en el periodo de ayuno del paciente.
2. Se le indica al paciente sobre el proceso de extracción además de mencionar que puede existir un ligero dolor, y se le cuestiona acerca de algún padecimiento importante que deba conocer el flebotomista, como por ejemplo una mastectomía reciente.
3. Evitar puncionar en un área con hematoma, fístulas, quemaduras, escoriaciones de la piel, cicatrices o del costado en que se ha realizado mastectomía reciente y donde exista la presencia de una venoclisis.

Extracción de la muestra

1. Solicitar al paciente que extienda completamente el brazo con la superficie palmar hacia arriba, con la finalidad de aplicar el torniquete.
2. El paciente debe de abrir o cerrar el puño del paciente, de manera que esto facilite al flebotomista la exploración de las venas.
3. Una vez seleccionada la vena o el lugar de la punción, se procede a limpiar con yodopovidona al 1% y después alcohol etílico al 70%, en dado caso no contar con yodopovidona con el alcohol es suficiente.
4. Revisar que la aguja y sistema de recolección se encuentren en perfectas condiciones.
5. Se sujeta el brazo e indica que el puño debe de permanecer cerrado del paciente.
6. Ejecutar la punción.
7. Remover el torniquete, este no debe de estar colocado en el paciente por mucho tiempo ya que favorece la hemoconcentración.
8. Extraer la aguja.
9. Presionar suavemente el lugar de la punción con algodón humedecido en alcohol, de manera que esto ayude a que no se formen hematomas.
10. Una vez recolectada la muestra proceder a la identificación de la misma.
11. Comprobar que la muestra de sangre total no presente microcoágulos o hemólisis, con la finalidad de evitar un rechazo de la muestra por no cumplir el control de calidad requerido para su análisis.
12. Desechar los residuos utilizados de la técnica según lo indica la NORMA OFICIAL MEXICANA NOM-087-ECOL-SSA1-2002. (RPBI)

Precauciones generales

1. Durante la toma de muestra se debe efectuar bajo estrictas normas de higiene y seguridad; ya que toda muestra debe ser considerada potencialmente infecciosa.
2. El material desechable a usar se abrirá sólo al momento de su utilización y, una vez manipulado, no podrá guardarse nuevamente.
3. Tomar precauciones al manipular agujas y/o lancetas.
4. No dejar agujas y/o lancetas usadas en la mesa de trabajo.
5. No coloque el protector a la aguja.
6. Una vez realizada la toma de muestra, desechar inmediatamente los materiales usados en recipientes apropiados para su desecho.
7. Los recipientes que contienen algodón y los de desecho deben estar perfectamente cerrados todo el tiempo y se abrirán solamente al momento de usar.
8. Al momento de hacer la extracción colocarse los guantes desechables, los cuales se mantendrán puestos durante todo el procedimiento.
9. Si ocurre un pinchazo accidental, informar inmediatamente al jefe de laboratorio o responsable del área donde se encuentre. Debe de mantener la calma, y lavarse inmediatamente con agua, jabón y alcohol. Además de que debe de favorecer la salida de sangre por presión continua.

REPORTE.

1. Mencionar cinco causas que dificultan la extracción de la punción venosa.

1. Esquematizar o dibujar las zonas de la región antecubital donde se pueda practicar una punción venosa en recién nacidos, niños de corta edad y adultos.

1. Resumir en que consiste la técnica de punción capilar y en qué tipo de pacientes se recomienda su uso.
2. Enlistar cinco requisitos a nivel laboratorio para considerar que una muestra de sangre es representativa y de calidad diagnóstica (control

de calidad).

1. Escribir los anticoagulantes utilizados para la preservación de muestras sanguíneas e indica para que estudios de laboratorio es recomendable su uso.

PRACTICA NO. 4

PREPARACIÓN DE SOLUCIONES

METODOLOGÍA.

1. Realizar los cálculos correspondientes para preparar:

• Una solución de 50 mL de volumen de blanqueador para lavandería que contenga hipoclorito de sodio o de calcio como ingrediente activo, determinando su concentración en unidades de molaridad.
• Preparar 150 mL de 1.5M de solución fisiológica.
• Realizar una solución en la cual se disuelven 7 gramos de glucosa en 50 mL de agua, efectuando el cálculo de la concentración en unidades de: % peso/volumen, Molaridad y Normalidad.

REPORTE.

1. Resolver correctamente los siguientes ejercicios:

• Disolver 3 gramos de glucosa (C6H12O6) en 150 cm3 de agua destilada ¿Cuál es la concentración de la disolución en %masa?.
• Calcular la concentración en mmol/L de una disolución que contiene 8.5 gramos de sal (NaCl).
• ¿Cuál es la masa de cloruro de sodio contenida en 100 mL de disolución cuya concentración es 2 mmol/L?.
• Si se disuelven 10g de glucosa hasta un volumen de 150 mL ¿ Cuál es la concentración de la disolución en g/L y en mmol/L?
• Al analizar una muestra de suero sanguíneo se encuentra que contiene 102.5 μg de Ca2+/mL de suero. Si la densidad del suero es 1.053 g/mL y el peso atómico del calcio es 40.08 ¿Cuál es la concentración de Ca2+ expresada en:

1. molaridad
2. meq Ca2+/L de suero.
3. ppm de Ca2+ en peso.

1. Representar mediante esquemas o fotografías la metodología utilizada para la preparación de las soluciones en el laboratorio.

PRACTICA NO. 5

PRESIÓN OSMÓTICA

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