Residuos de cáscara de ajo

Residuos de cáscara de ajo (Allium sativum L.) como fuente potencial de compuestos fenólicos: influencia de los solventes de extracción en sus propiedades antimicrobianas y antioxidantes

Resumen

Este trabajo reporta el proceso de extracción de polifenoles de la cáscara de ajo (GH) desechada industrialmente utilizando diferentes solventes estudiados (agua, metanol, etanol y soluciones acuosas al 50% de metanol y etanol). El mayor rendimiento de extracción se logró con agua (26,5%) y las muestras extraídas con 50/50 metanol/agua (25 mg GAEs/g GH seco, 0,617 mg QE/g GH seco, IC50 = 0,26 mg) mostraron un alto potencial bioactivo. /mL para ensayo DPPH, RP0.5AU = 2.8 mg/mL para poder reductor e IC50 = 0.45 mg/mL para ensayo de radical hidroxilo). Todos los extractos exhibieron actividad antimicrobiana contra bacterias Gram-positivas, cuando se aplicaron en diferentes concentraciones (1-10 mg/mL). Sólo 50/50 metanol/agua y extractos absolutos de metanol inhibieron el crecimiento de Pseudomonas aeruginosa y Klebsiella pneumonia. Estas interesantes propiedades biológicas podrían atribuirse a los principales compuestos fenólicos identificados, como los ácidos cafeico, p-cumárico, ferúlico y diferúlico. Con este procedimiento, los polifenoles residuales de GH podrían utilizarse como una fuente barata de compuestos naturales, con aplicaciones potenciales en los sectores de la alimentación y la salud.

1. Introducción

En los últimos años ha habido un creciente interés en los fitoquímicos como nuevas fuentes de antioxidantes naturales y agentes antimicrobianos (Robards, 2003). Los antioxidantes sintéticos de uso común, como el hidroxianisol butilado (BHA), el hidroxitolueno butilado (BHT) y el palmitato de ascorbilo (PA), están severamente restringidos por las normas legislativas relativas tanto a la aplicación como a los niveles permitidos (Reglamento CE, 2008). Además, existen algunos problemas de seguridad relacionados con la toxicidad residual de los conservantes químicos (EFSA, 2012). La creciente conciencia de los consumidores con respecto a la seguridad de los aditivos alimentarios creó la necesidad de identificar fuentes alternativas naturales y probablemente más seguras de antioxidantes alimentarios. La sustitución de antioxidantes sintéticos por naturales puede tener beneficios debido a las implicaciones para la salud y la funcionalidad, como la solubilidad tanto en aceite como en agua, de interés para las emulsiones, en los sistemas alimentarios. La demanda por el uso de este tipo de compuestos ha producido en los últimos años un claro aumento en el número de estudios basados ​​en extractos naturales que provienen de plantas, de la industria alimentaria o de residuos agrícolas (Cruz et al., 2007; Moure et al., 2001).

El ajo (Allium sativum L.) se ha utilizado a lo largo de su historia tanto con fines culinarios como medicinales (Rivlin, 2001). El ajo es una fuente particularmente rica de compuestos organosulfurados que son en parte responsables de los efectos beneficiosos para la salud del ajo (Amagase et al., 2001). Los componentes bioactivos del ajo son bien conocidos por poseer antioxidantes (Prasad et al., 1995; Ide et al., 1997; Amagase, 2006). Durante el período de cosecha, el bulbo de ajo produce una cantidad considerable de cáscara, tallo y hojas que simplemente se tiran o desechan y causan un problema grave en la comunidad. El tallo y la hoja de ajo contienen alicina, el principal componente bioactivo del ajo; que es comparativamente menor que el bulbo de ajo (Mohsen y Shahab, 2010). Sin embargo, hasta la fecha, no hay información disponible sobre la composición química de la cáscara de ajo, que es un material no comestible, tiene un sabor picante característico como una fuente potencial de polifenoles.

Varios residuos agrícolas e industriales han sido estudiados como fuentes de aditivos naturales potencialmente seguros con propiedades antimicrobianas y/o antioxidantes para la industria alimentaria; se han aislado varios compuestos, muchos de ellos polifenoles. Además, los compuestos polifenólicos tienen beneficios positivos para la salud en la prevención de enfermedades humanas asociadas con el estrés oxidativo (Scalbert et al., 2005). Se han utilizado diferentes sistemas de solventes para la extracción de compuestos fenólicos de productos de desecho agrícolas y dado que la actividad depende de los compuestos polifenólicos y del ensayo antioxidante, se requieren estudios comparativos para seleccionar el solvente óptimo que proporcione la máxima actividad antioxidante para cada sustrato. De hecho, se han propuesto varios procedimientos (Pokorny y Korczak, 2001): extracción mediante grasas y aceites, disolventes orgánicos, soluciones alcalinas acuosas y dióxido de carbono supercrítico.

El objetivo de este estudio fue obtener un extracto crudo que pudiera ser utilizado como fuente de antioxidantes para su uso en la industria alimentaria. Con este propósito, se investigó la influencia del solvente sobre las propiedades de los extractos de cáscara de ajo para la recuperación de polifenoles de la cáscara de ajo desechada industrialmente. Los principales compuestos fenólicos se identificaron y cuantificaron mediante cromatografía líquida/espectrografía de masas (LC/MS). Además, las actividades de captación de radicales de los diferentes extractos y sus efectos antimicrobianos se probaron frente a bacterias Gram-positivas y Gram-negativas.

2. Materiales y métodos

2.1. Reactivos y patrones

Se adquirieron 1,1-difenil-2-picrilhidrazilo (DPPH), hidroxianisol butilado (BHA), ferricianuro de potasio, ácido tricloroacético (TCA), cloruro férrico, 1,10-fenantrolina, ácido gálico, quercetina, reactivo de Folin Ciocalteu y carbonato de sodio de Sigma Chemical Co. (St. Louis, MO, EE. UU.). El cloruro de aluminio se obtuvo de Fluka (Buchs, Suiza). Todos los demás productos químicos y disolventes eran de grado analítico.

2.2. Materia prima

La cascarilla de ajo (GH) utilizada en este estudio, fue descargada del proceso de fabricación de conservación de ajo. Se recogieron los bulbos de ajo (A. sativum L.) secos con la piel exterior, se secaron al aire a 40 ◦C, se molieron en partículas finas y se pasaron por un tamiz de 2 mm. Todos los análisis se realizaron utilizando muestras por triplicado y los resultados analíticos se expresaron sobre la base de materia seca. Las muestras se almacenaron a 4 ◦C antes del análisis.

2.3. Análisis fisicoquímico de la GH

La materia seca se determinó de acuerdo con el método de la Asociación de Químicos Analíticos Oficiales (AOAC, 1997). La proteína total se determinó por el método Kjeldahl. La proteína se calculó utilizando el factor general (6,25) (Vandercook et al., 1979). El contenido de grasa se determinó de acuerdo con la Asociación Francesa de Normalización utilizando el estándar NF V03-713 (AFNOR, 1986). La lignina se aisló de GH como precipitado residual después de la hidrólisis total de celulosa y hemicelulosa por ácido sulfúrico según el método TAPPI T 222 om-88, 1988). El método de prueba de estimación de lignina insoluble en ácido implica la adición de 2 ml de H2SO4 al 72 % en 1 g de muestra de secado al horno en un vaso de precipitados de 100 ml, seguido de la adición de 13 ml de H2SO4 al 72 %.

La mezcla se mantuvo en el vaso de precipitados al baño maría a 20 ◦C con agitación continua durante 2 h. El contenido del vaso de precipitados se filtró a través de un crisol G2 alquitranado de peso (W1). El residuo se secó con el crisol en estufa a 105 ◦C durante la noche y se pesó (P2). La lignina insoluble en ácido se evaluó mediante la siguiente expresión: % de lignina insoluble en ácido = (W2 −W1) × 100/O.D peso de la muestra.

El filtrado obtenido del crisol G2 se guardó para la estimación de la lignina soluble, la cual se midió espectrofotométricamente a 280 nm. La lignina soluble en ácido se determinó de acuerdo con los estándares TAPPI UM 250. Se puede estimar mediante la siguiente expresión (Manual de laboratorio 2001): Lignina soluble en ácido% = {(Absorbancia a 280 nm × Factor de dilución/20) × 100}/1000 × peso D.O. de la muestra.

2.4. Fibra dietética

Las fibras dietéticas (FD) insolubles y solubles se determinaron según el método enzimático-gravimétrico AOAC de Prosky et al. (1988). Brevemente, las muestras desgrasadas se gelatinizaron con alfa amilasa termoestable (A-3306, Sigma Chemical Co., St. Louis, MO, EE. UU.) (100 ◦C, pH 6, 30 min) y luego se digirieron con proteasa (P- 5380, Sigma Chemical Co., St. Louis, MO) (60 ◦C, pH 7,5, 30 min), seguido de incubación con amiloglucosidasa (A-9268, Sigma Chemical Co., Poole, Dorset, Reino Unido)(60 ◦C , pH 4,5, 30 min). Luego, las muestras fueron filtradas, lavadas (con agua, etanol al 95% y acetona), secadas y pesadas para determinar fibra insoluble. Se añadieron cuatro volúmenes de etanol al 95% al ​​filtrado y al agua de lavado. Luego, los precipitados se filtraron y lavaron con etanol al 78%, etanol al 95% y acetona. Posteriormente, los residuos (FD soluble) se secaron y pesaron. Los valores obtenidos fueron corregidos por ceniza y proteína. El DF total se determinó sumando el DF insoluble y el DF soluble.

2.5. Preparación de extractos

Para la extracción acuosa (AQ), se extrajeron 5 g de la muestra en polvo con 250 mL de agua hirviendo durante 45 min y se filtró a través de Whatman no. 4 papel. En las extracciones con metanol absoluto (AM), etanol absoluto (AE), metanol-agua 50/50 (v/v, MW) y etanol-agua 50/50 (v/v, EW), se extrajeron 1,5 g de muestra. con 25 mL del solvente ensayado por 45 min a temperatura ambiente y filtrado por Whatman no. 4 artículo (Fernández Agulló et al., 2013). Los solventes se evaporaron y los extractos fenólicos obtenidos se redisolvieron en agua hasta una concentración final de 50 mg/mL y se almacenaron en la oscuridad a 4 ◦C para su uso posterior. Todas las extracciones se realizaron por triplicado.

...